實驗原理

測定蛋白質的定量方法有很多，目前常用的有凱氏定氮法；比色法主要包括雙縮脲法、Folin-酚試劑法及 染料結合法；紫外分光光度法等
雙縮脲(Biuret)法：在堿性溶液中，雙縮脲(H2N—CO—NH—CO—NH2)與二價銅離子作用形成紫紅色的絡合物，這一反應稱雙縮脲反應。凡分子中含二個或二個以上酰胺基(—CO—NH2)，或與此相似的基團[如—CH2—NH2，—CS—NH2，—C(NH)NH2]的任何化合物，無論這類基團直接相連還是通過一個碳或氮原子間接相連，均可發生上述反應。蛋白質分子含有眾多肽鍵(—CO—NH—)，可發生雙縮脲反應，且呈色強度在一定濃度范圍內與肽鍵數量即與蛋白質含量成正比，可用比色法測定蛋白含量。與同樣處理的蛋白標準液比較，經計算或查標準曲線即可求出血清總蛋白質含量。
實驗試劑

1．6mol/L*溶液  
稱取*(NaOH，優級純)240g，用新鮮蒸餾水配制成1L，置室溫貯存在密封的聚乙烯瓶里。
2．雙縮脲試劑  
稱取未失結晶水的硫酸銅(CuSQ·5H20) 3.0g，溶于500m1新鮮蒸餾水中，加酒石酸鉀鈉(NaKC4H4O6.4H2O)9.0g，碘化鉀(KI)5.0g，待安全
溶解后，加入6mol/L*溶液100ml，zui后加蒸餾水至1L。室溫貯存在密閉的聚乙烯瓶里，約穩定6個月。
3．蛋白標準液 
可用商品血清蛋白標準液或定值質控血清為標準。亦可收集混合新鮮血清，用凱氏定氮法標定后，加疊氮鈉防腐(疊氮鈉的終濃0.5~1.0g/L)，冰凍
保存。
實驗設備

恒溫水浴箱、722（721）分光光度計、吸管、試管、坐標紙
實驗步驟

1.   配制20g／L蛋白標準液  如蛋白標準液濃度為70g／L，則取此液2m1，加入新鮮蒸餾水5ml，混勻即成。
2.   按表操作
 
    加入物（ml）      空白管        1        2        3        4        5     測定管
20g/L蛋白標準液         ～        0.1        0.2       0.3            0.4            0.5            ～   
蒸餾水        0.5         0.4        0.3       0.2        0.1       ～          0.4
待測樣品液體       ～         ～         ～           ～          ～          ～            0.1
雙縮脲試劑         3.0       3.0          3.0            3.0             3.0           3.0            3.0     
相當血液蛋白質（g/L）           ～           20        40        60        80       100        
混勻，置37℃水浴10min(或25℃30min)，用540nm波長比色，以空白管調零，讀取各管吸光度。
3.   標準曲線繪制
1—5為標準曲線管，測得吸光度后，以吸光度為縱坐標，蛋白質濃度為橫坐標繪制標準曲線。
4.   實驗結果
根據測定管吸光度，從標準曲線查找相對應的總蛋白濃度。 
 
注意事項

1．雙縮脲試劑中，加入酒石酸鉀鈉，Cu2 形成穩定的絡合銅離子，以防止CuSO4·5H20不穩定形成Cu(OH)2沉淀。酒石酸鉀鈉與CuSO4·5H20之比
      不低于3：1，加入KI作為抗氧化試劑。
2．雙縮脲試劑要封閉貯存．防止吸收空氣中的二氧化碳。
3．本法各種蛋白質的顯色程度基本相同，重復性好，幾乎不受溫度影響，*缺點是靈敏度較低。
4．黃疸血清．嚴重溶血對本法有明顯干擾。
5．本法繪制的標準曲線是一條通過原點的直線，在100g/L濃度之內呈良好的線性關系。